数字微流控生物芯片

数字微流控生物芯片（精选8篇）

数字微流控生物芯片 第1篇

1 电极管脚控制信号处理

1.1 DMFB基本原理

数字微流控生物芯片利用介电润湿的原理在二维的电极阵列中操纵和移动纳升级的离散液滴[3]。如图1所示，数字微流控生物芯片的基本单元包括两个平板和夹在平板中间的填充，液滴在填充介质内运行。底板包含一个单独控制的有图案的电极阵列，顶板覆盖了一层连续的地线。通过改变沿着电极的一个线性阵列的电势，液滴可以沿着电极的一条线移动。可通过调整控制电压(0～90 V)来控制液滴的速度，且液滴能最高以20 cm/s的速度移动，基于这一原理，液滴能自由移动到2维阵列的任何位置，而无需微型泵和微型阀。

1.2 DMFB相关研究

为减少控制引脚的数量，2006年Xu Tao提出了用阵列分区和详细的引脚分配的方法来减少控制引脚的数量[4]，然而这种方法在每个分区中至少需要5个控制引脚，对于包含多重液滴混合的分区，会用到直接寻址的方法，这种方法的阵列设计仅限于目标生物流体应用，且仅限于控制引脚数的减少而不能确保完成时间。Srinivasan又提出了对于焊接的电润湿生物芯片用一个流体路径的多相位总线来使得控制引脚数最小[5]，对一个传输总线只需n个控制引脚，而不需考虑其所包含电极的数量。尽管多相总线的方法可用来减少控制引脚的数量，但其只适用于一维阵列。另一个替代的方法是S.K.Fan等人提出的行和列的寻址[6]，被称为“交叉引用”驱动方案，但由于电极的干扰，处理多于两个液滴的同时移动的设计非常的复杂，对于高通量的应用，最终产生的液滴移动的序列化是一个严重缺陷。并交叉引用设计需要一个特定的电极结构，会导致制造成本的增加。

根据上述方法所存在的不足，文中提出了一种优化方法，在根据液滴路由路径产生电极驱动序列后，根据一个控制引脚最对所能驱动的电极数，对驱动序列进行分区后比对，找出相互兼容的驱动序列，其可共用一个控制引脚。

2 控制信号优化处理方法

通常在一个特定的时间步，移动一个液滴的控制信号可用激活位“1”，释放位“0”或不影响位“x”来表示，“1”/“0”表示一个控制信号有一个相关的逻辑高/逻辑低的驱动电压值。“x”表明输入信号可用“1”或“0”表示，并对流体控制的调度无影响。最终串联输出称为电极驱动序列。

如图2所示，液滴按照图示的方向以类似扫描[7]的方法从源极出发最终到达槽电极。

本文用“1”，“0”，“x”3个值表示一个生物鉴定的电极驱动序列，按照液滴的路由路径产生的电极驱动序列如表1所示。

如表1所示，每个驱动序列均包含一些可用“1”或“0”来替代的“无影响”单元“x”，通过分配这些“无影响”单元，就可产生驱动序列相同的电极，即相互兼容的电极。例如:通过用“0”或“1”来替代“x”就可以使电极E1、E3、E5、E7、E9产生相同的电极驱动序列“101010101”，其可从同一个信号源产生，因此其可共用一个控制引脚，用这样的方法便可在一定程度上减少控制引脚的数量。

对于大规模的电极阵列产生的电极驱动序列也较多。在本设计中，由于液滴路由路径已知情况下，将会对液滴路由过程中产生的驱动序列进行分区，分区的规则是:先假设每个控制引脚最多能驱动x个电极，且以x的倍数进行分区(如x=5，则能以10来划分，使每个分区中有10个电极驱动序列)，分区后通过对每个分区中的电极驱动序列进行比对来减少控制引脚的数量。具体步骤如下:

步骤1据液滴的路由路径来获得每个控制引脚的电极驱动序列。

步骤2假设电极的每个控制引脚最多所能驱动的电极的数量x，以x的倍数对产生的电极驱动序列进行分区。

步骤3对每个分区的电极驱动序列进行比对，找到相互兼容的驱动序列，其可由同一个控制引脚来控制。

步骤4每个分区比对完成后，查看产生的共用引脚数量是否小于x，若小于x则与其他分区中小于x的相比较，直到最终的共用引脚数量等于x或者是没有与其互相兼容的为止。例如:当x=3时，将由图4产生的电极驱动序列以6来进行分区，然后对于每个分区进行比对，会得到在前6个电极中E1=E3=E5,E2=E4=E6由于共用电极数等于3，则无需再与其他电极相比较。

表2是对图4的液滴路由产生的电极驱动序列进行x值的设定，然后分区产生的结果。

由表2中的数值可体现出，不同x值最终所减少的控制引脚数是不同的，根据x值的设定可更好的对产生的电极驱动序列进行分区，x值不仅对本身的生物芯片的性能有影响，也对最终控制引脚数的减少有一定的影响。文中的实验结果是对x取不同值最终产生的引脚分配进行比对，用最终产生的最优引脚数与其余方法相比对。由于本方法的应用是基于液滴路由路径已知的情况，故最终的阵列完成时间与直接寻址生物芯片的完成时间相同，确保了测试的完成时间。

3 实验结果

本文将所提出的优化方法引用到生物芯片的多功能生物鉴定[8]当中，来验证方法的有效性。图3所示，多功能的生物鉴定映射到了一个15×15的数字微流控生物芯片上。对于每个样本和试剂均有两个液滴分发到阵列中，因此根据多功能生物鉴定的序列图[9]所示:有4对液滴{S1,R1}，{S1,R2}，{S2,R1}和{S2,R2}执行到一起进行混合操作，最终进行4组检测操作。

根据上述8个液滴的路由过程，产生电极驱动序列后，图5所示为x分别取x=9,x=10,x=11,x=12再对序列进行分区，最终不同x值产生的引脚分配也不同。

如图5(a)所示，当x=12时最终引脚减少到了19个，相当于68%的减少率。图6是各种方案的比对结果，由图可看出在文献[4]中提出的阵列分区方法最终用到了35个控制引脚，73 s的完成时间;在文献[6]中提出的交叉引用方法，最终减少到了30个控制引脚，132 s的完成时间。由上述结果可知，最终减少的控制引脚比其他方法多，在保证测试时间的情况下，达到了更好的结果，且实现了对引脚控制信号的优化处理[7,8,9,10]。

4 结束语

本文主要研究了数字微流控生物芯片的电极管脚控制信号处理，考虑生物芯片有其一定的物理性质，每个控制引脚均会有一定的驱动能力，在此假设每个控制引脚最多能驱动x个电极，然后以x的倍数对产生的电极驱动序列进行分区，再寻找相互兼容的驱动序列，不同的x值最后产生的引脚分配也不同，在文中将x=12时的实验结果与交叉引用等方法相比较，实验结果表明，在确保测试完成时间的情况下，最终所用到的控制引脚比其他方法少，实现了对数字微流控生物芯片的电极管脚的控制信号处理，减少了芯片的制造成本，为未来数字微流控生物芯片的研究提供了参考。

摘要：随着对数字微流控生物芯片的深入研究,直接寻址DMFB需要大量独立控制引脚,显著增加了产品的制造成本。文中根据液滴路由路径,产生液滴路由所经过电极的驱动序列,利用芯片中一个引脚最多所能驱动的电极数量值,对产生的电极驱动序列进行分区,对每个分区中的电极驱动序列进行比对,找出相互兼容的以此来减少控制引脚的数量。实验结果表明,该方案与交叉引用等方法相比,减少了控制引脚的数量,实现了对电极管脚控制信号的处理。

关键词：数字微流控生物芯片,电极驱动,控制信号处理

参考文献

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[5]Srinivasan V,Pamula V K,Fair R B.An integrated digital microfluidic lab-on-a-chip for clinical diagnostics on human physiological fluids[J].Lab Chip,2004,4(4):310-315.

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[9]Chakrabarty K,Su F.Digital microfluidic biochips:synthesis,testing,and reconfiguration techniques[M].FL,USA:CRC Press,2006.

数字微流控生物芯片 第2篇

一、微流控技术简介

生命科学的发展已进入一个非常重要的历史时期，生命科学和半导体、微纳机电等领域的结合已是大势所趋。与此同时，半导体和微纳机电等行业也已经把生命科学看成是下一轮创新的关注点，于是有了“微全分析系统”（micro total analysissystems,u-TAS）、生物微机电系统（bio-MEMS）、生命科学集成电路（life science IC）等概念的出现，而微流控芯片及技术已成为这些系统为数不多的关键切入点之一。微流控生物芯片(microfludic chip)，可以把生物和化学实验室的功能，如样品制备、稀释、加试剂、反应、分离、细胞培养和检测等基本操作单元集成或基本集成在一块几平方厘米的芯片上[3]，其主要以分析化学和分析生物化学为基础，以微机电加工技术为依托，以微通道网络为结构特征，流动方式和微通道网络在很大程度上决定了它的功能，灵活的微通道网络设计是微流控芯片基本单元操作设计的一个关键所在。微流控芯片能使多单元技术在整体可控的微小平台上灵活组合、规模集成。这种集成能够在短时间内分析大量的生物分子，准确获取样品中的大量信息，从而达到样品耗量低、高灵敏快速检测、高通量输出以及可在线自动化操作的目的。

二、微流控芯片技术在细胞生物学中的应用

随着现代生物学研究模式的转化，以细胞为对象的微流控芯片研究已经引起诸多研究者的关注。微流控作为一种在微米尺度的流道内对纳升或皮升量级的液体进行操纵的技术，是目前快速发展的多学科高度交叉的科技前沿领域之一。微流道尺寸（通常10～100μm）与典型的哺乳类细胞尺寸（10～20μm）处于相同量级，并且微尺度下传热、传质较快，所以在微流控系统内容易形成与生理状态相似的细胞培养微环境微流控技术已经被成功地用于包括多种动物细胞系培养。越来越多的研究表明微流控技术将成为各种基于细胞培养实验的一个极其重要的技术平台。微流控芯片是一种高度平行化、自动化的集成微型芯片，具有在数平方厘米的面积上集成成千上万个体积仅在纳升或皮升量级的细胞培养微单元的潜力。

微流控在高通量、微型化和集成化方面的优势吸引了众多国内外的研究小组开展细胞芯研发，芯片上多种单元技术的灵活组合使集成化的细胞研究成为可能，诸如组织胞进样、培养、分选、裂解和分离检测等过程集成于一块芯片上[4]。

三、细胞培养技术在化妆品功效评价中的应用

细胞培养技术始于20世纪初，现己广泛应用于生物学、医学各个领域。近年来，人们对化妆品的要求从以美容为主转向美容与护理并重，进一步发展到以科学护理为主，兼顾美容的效果。基于安全性、功能性和自然性的“绿色化妆品”的开发成为当前化妆品发展的一大趋势。

目前，化妆品科学己渗透到生物学、化学、药学、皮肤生理学等领域。生物技术以其自身的优势及强大的生命力自然介入到了化妆品工业的发展中，细胞培养技术具有经济、快速的特点，既可用来毒性分析，也可进行功能测试，是保证化妆品安全、有效的必要手段，自然也成为化妆品功效评价的手段。细胞培养是指从动物活体体内取出组织，于模拟体内生理环境等特定的体外条件下，进行孵育培养，使之生存并增殖。动物细胞培养技术可模拟人体内的生理环境，研究细胞与细胞之间的反应，细胞与间质之间的反应等，为皮肤生理学、病毒学、免疫学等提供了技术基础。目前许多功能性化妆品中人多采用了天然动植物提取物，以达到美白、抗衰老、祛斑、抗过敏等功效，这就需对活性原料进行预筛选。

四、微流控芯片细胞实验室在化妆品功效评价中的应用

成纤维细胞是皮肤真皮中的主体细胞成分，它与自身分泌的胶原纤维、弹性纤维及基质成分一同构成了真皮的主体[5]。成纤维细胞的主要功能是：合成和分泌胶原纤维、弹性纤维、基质大分子物质和某些生长因子，成纤维细胞还具有黏附特性和趋化性，对维持皮肤的弹性和韧性具有重要作用，成纤维细胞的减少也是引起皱纹产生的重要原因。已有大量的研究证明成纤维细胞因其特有的生物学特性改变，在皮肤老化过程中扮演着重要角色[6]。

我们将成纤维细胞在微流控芯片实验室内进行培养，可以直观地观察功效添加剂对细胞生长形态的影响，快速测定于抗衰老功效检测的靶位点羟脯氨酸的含量、I型胶原纤维的含量，达到对化妆品原料快速、高效、高通量的筛选评价[7-8]。

黑素细胞是合成和分泌黑素的树枝状细胞，位于表皮和真皮交界处，每个黑素细胞与其周围约36个角质形成细胞在结构和功能上存在着密切的联系，形成了表皮黑素单位。黑素细胞几乎遍布所有组织，最常见于表皮、毛囊等处。黑素分为优黑素和褐黑素两种，其生物合成是一个由酪氨酸酶催化体内酪氨酸氧化而启动的一系列生化反应过程。酪氨酸酶是黑素生成的限速酶，其数量和活性决定着黑素生成的速度和产量。因为黑素是决定皮肤颜色的主要色素，关于黑素细胞及黑素生物合成调控问题的研究已成为近几年来科研的热点之一。但黑素细胞是人表皮中数量最少的一种细胞，与成纤维细胞相比，黑素细胞的分离、纯化、扩增比较困难，曾限制了对其生理功能的研究以及在化妆品领域中的应用。目前己经可以成功培养黑素细胞。利用酶将表真皮分离，并用特定的选择性培养基，获得纯度高的黑素细胞，并进行各种方面的研究，这已成为美白化妆品活性筛选的重要的工具。目前美白化妆品主要是采用酪氨酸酶抑制剂抑制其活性，来降低细胞内黑素的生成。B16 黑素细胞株是用细胞黑素生成研究的典型细胞株，可以精确定量细胞的黑素含量。

在微流控芯片细胞实验中，我们可以对美白相关的靶位点，比如黑素含量、酪氨酸酶活性、酪氨酸酶相关蛋白1/2、蛋白酶激活受体等进行同时的检测，对功效添加剂的美白功效进行综合的全面的评价[9]。

肥大细胞是有造血祖细胞衍化而来的，广泛存在于结缔组织，皮肤上皮下方尤其多，其细胞较大，细胞质内含有嗜染性的粗大颗粒，当受到免疫学和非免疫学的刺激，细胞内储存的媒介物质（组胺、肝素、蛋白酶类等）将被释放出来参与多种免疫反应和炎症反应。在微流控细胞室内对肥大细胞脱颗粒进行观察并计算其数量，测定其组胺的释放量，对添加剂的抗过敏功效进行评价。

【参考文献】

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[5] 吕莹，蒋献. 紫外线对人成纤维细胞的影响[J]. 国际皮肤性病学杂志，2006,32（2）:130-132.

[6] Piérard GE;Piérard-Franchimont C. From cellular senescence to seven ways of skin aging[J]. Revue Medicale de Liege ,1997,52:285-288.

[7] John F. Hansbrough;Christine Doré;Wendy B. Hansbrough Clinical trials of a living dermal tissue replacement placed beneath meshed, split-thickness skin grafts on excised burn wounds[J].Journalof Burn Care and Research 1992,3(5):519.

[8] 倪建华. 长波紫外线对人体皮肤成纤维细胞的影响. 上海预防医学杂志,2004,16(8):365-367.

[9] 王奕，王静凤，张瑾，等. 日本刺参胶原肽对B16黑素瘤细胞黑素合成的影响[J]. 营养学报，2007,29（4）:401-404.

[10] 秦建华，刘婷姣，林炳承. 微流控芯片细胞实验室. 色谱2009,27（5）:655-661.

展望

微流控芯片技术自20世纪九十年代出现以后，随着生物、材料、化学、物理工程、电子工程等学科的介入，目前已取得了巨大的发展，其最终目标是建立多功能芯片实验室。微流控芯片技术正以其独特的优势越来越多地用到细胞生物学研究中，进而应用到细胞相关的化妆品功效评价中。目前微流控芯片大多处于实验室概念化论证阶段，尚未达到理想的商业化和通用化程度，但随着现代相关技术的发展，微流控芯片技术将会更有效地应用于化妆品工业，对化妆品的功效评价也越来越科学准确，这将有力地促进新型、安全、高效的化妆品的研发和应用[10]。

微流控芯片技术研究进展 第3篇

关键词：微流控芯片,生化分析,纸基微流控,应用

二十世纪90年代Manz和Widmer等[1]提出了一种微型全分析系统 (或称微流控芯片、芯片实验室等) 的概念, 在该系统中, 分析样品的预处理、进样、化学反应、分离和检测等功能实现了装备的微型化、自动化和一体化。

1 微流控芯片技术

1.1 微流控芯片的加工方法

微流控芯片技术中, 芯片材料的选择、尺寸、设计、加工和表面修饰对于该技术至关重要。从20世纪末微流控芯片技术提出以来, 出现了各种各样的芯片材料, 常见的有:玻璃芯片、石英芯片、聚甲基丙烯酸甲酯 (PMMA) 和聚二甲基硅氧烷 (PDMS) 等塑料芯片。

1.2 微流控芯片的高效分离技术

基于芯片的毛细管电泳技术是目前微流控芯片系统中使用最多的高分辨分离技术。利用电泳主要是可以将微流控芯片中的复杂组分离并可以记录下关于电泳图谱用于分析。由于微流控芯片几何尺寸较小, 与常规毛细管电泳系统相比, 芯片毛细管电泳系统具有区带宽度窄、电影分离场强高、分离速度快、分离效率高的优势。

1.3微流控芯片的检测技术

微流控分析系统的试样量在nl和pl级别, 因此检测系统需要进行微型化, 对于监测系统的灵敏度需要有更高的要求, 还要求其具有更好的选择性、更快的响应速度和更好的信噪比。按照检测原理分类, 可以大致将检测系统分为光学检测器、电化学检测器和质谱检测器。光学检测器在微流控芯片上应用最早并且至今仍然应用最多。

2 微流控芯片在生化分析技术中的应用

过去的几十年内, 分析仪器或实验室设备的微型化已取得重大的进展[2], 微型全分析系统或芯片实验室的研究已成研究热点。在微型化操作、芯片制作、步骤的整合上电化学方法具有很大的优势。微流控芯片已广泛应用于临床分析、环境监测、食物检测以及生物技术的基础研究。

2.1 DNA检测

随着微流控设备的发展, 微流控分析技术越来越多地应用于DNA微阵列分析中。与传统的DNA分析方法相比, 微流控技术的引入有许多优势[3]: (1) 微流控分析设备需要的样品量大大减少, 实现了从ml到μl或pl的跨越; (2) 由于扩散距离的减少使得面容比降低, 目标核酸的杂交反应速度大大加快; (3) 合理设计芯片即可实现单个微流控芯片可同时分析多个样品, 实现高通量样品分析。

2.2 酶联免疫分析

酶联免疫分析技术 (ELISA) 因其高度选择性和高灵敏度受到很多研究者的青睐, 但是其冗长的实验步骤和高劳动强度使得结果容易出错, 微流控芯片技术的引入可以提高反应效率、简化实验步骤、减少分析时间和样品量的消耗, 是对酶联免疫分析技术极大的优化。

2.3 细胞信号转导研究

从细胞外微环境进入细胞内结构的信号转导包括了蛋白质的相互作用、翻译后修饰和运输。研究者发明了多种分子生物学方面的技术定量分析蛋白质以及蛋白质修饰对信号动力学的作用、蛋白质信号网络的交叉作用或细胞间信号的数据变化, 包括蛋白印迹技术、延时荧光显微技术和免疫荧光分析技术。

参考文献

[1]Manz A, Graber N, Widmer HM.Miniaturized total chemical analysis systems:a novel concept for chemical sensing.Sensors and actuators B:Chemical, 1990, 1 (1) :244-248.

[2]Suzuki H.Microprocessing of liquid plugs for bio/chemical analyses.Clinical Chemistry, 2008, 80 (16) :6206-13.

数字微流控生物芯片 第4篇

在外电路连接交变信号i,根据法拉第电磁感应定律,该线圈周围存在变化的电场,同时激发一个交变磁场与此同时,电涡流周围产生变化的磁场,并且方向相反,由于磁场的反作用使电流大小和相位发生变化。而复阻抗的变化是随金属体的电阻率 ρ、磁导率 μ。

闭合回路中金属导体电极处于交变的磁场中。因为磁通量的改变产生了感应电流。如果将一个被测电极看作是一个短路的线圈金属导体,则它与电极磁性耦合相连。同时将电极作为变压器的初级,金属电极中的涡流回路则对应看作变压器的次级,那么根据基尔霍夫电压定律,有

由基本电路原理,可以判定电路的情况通常采用三个指标,分别是阻抗,容抗和品质因数。可以利用测试电路测量并分析三个量之间的关系,并且可以转化为U-I曲线。电化学发光检测微流控芯片电极表面磁场强度分析对于电极在轴线上距离处的磁感应强度

式中, —激励电流 ; , —真空和被测电极的磁导率。

2 电化学发光检测微流控芯片电极表面电涡流密度分析

根据涡流计算环计算的等效条件,不但需要满足保证总电流与实际被测电极表面上感应的电涡流值相等,而且还应当等效环域中通过电流的均匀性。但实际中,电极处在变化磁场中并且感应电涡流分布状况不均匀,电流主要集中分布在电极表面的涡流环形区域内,并且沿着轴向和径向按一定规律呈扩散分布状态。

由此可见 , 同一径向r,电极表面电流密度最大,沿轴向呈指数衰减。电极激励线圈的外径对应处,涡流密度取得最大值 ;之后随着距离电极轴心处的径向距离越大,对应的涡流密度分布反而减小。可见,同一轴向深度处,当径向距离对应传感激励线圈的外径处,此时电涡流密度值最大。

3 电化学发光检测微流控芯片等效电容分析

根据涡流计算环计算的等效条件,不但需要满足保证总电流与实际被测电极表面上感应的电涡流值相等,而且还应当等效环域中通过电流的均匀性。但实际中,交变磁场中的感应电涡流分布不均匀,主要集中在电极表面的涡流环形区域,沿着径向呈扩散分布状态。

电极表面涡流沿轴向呈指数衰减分布,即,

通过上述分析 , 可以得出 :电极表面电流密度最大,并沿轴向以指数衰减。电极的外径,涡流密度取得最大值,然后随着距离电极轴心处的径向距离越大,涡流密度分布减小。由此可见,当径向距离对应电极的外径处,电涡流密度最大。

4 电化学发光检测微流控芯片等效电容分析

根据微流控芯片上检测池的结构建立微流控芯片电极等效电路模型,等效电路模型大都基于阻抗和耦合电容建立,包括检测池中电极之间溶液的阻抗ZS,检测池中对电极的阻抗ZD,电极之间的寄生耦合电容CL和电极与溶液通过位于两者之间的隔离薄膜产生的耦合电容CW。

检测池中电极之间的阻抗ZS由溶液电阻R和溶液电容CS并联组成,由于微流控芯片电极所用频率比较高,所以溶液的电容效应不容忽略。建立模型时,ZS可以由R和CS复合计算得出

c为溶液的浓度 ;Λm为溶液的摩尔电导率 ;A为微检测池横截面积 ;L为电极间距。溶液电容CS

εS为溶液的相对介电常数 ;ε0为真空介电常数。检测池中电极之间的溶液阻抗ZS

其中f为激励信号频率。

微流控芯片电极等效电路模型中,电极之间的耦合电容CL与模型中其他电阻电容呈并联关系,CL值的影响最大。因此必须最大限度的限制CL。电极之间的耦合电容CL由两部分组成,分别是两个电极之间的耦合电容和两条连接导线之间的耦合电容。CL只能被尽量减小,无法完全消除。

当检测池中没有待测试样时,电极的耦合电容,溶液阻抗均为零,在等效模型中,只有CL起作用。如果将峰值为U,频率为f的正弦信号通过电极加载到检测池上,就会产生一个微弱电流i,后续的信号处理电路通过检测电极将微弱电流i放大,截取处理,然后输出一个电压信号。薄膜电容CD-n

b为电极与检测池溶液细分之后,每小段电极的宽度。

Rn与CD-n计算出之后,ZD-n就可以通过公式2.7由两者复合计算得出 :

薄膜电容CW-n是电极细分之后,每一小段电极通过隔离薄膜与微检测池中对应的溶液产生的耦合电容。CW-n

h为隔离薄膜厚度 ;εr为隔离薄膜相对介电常数。

耦合电容与剩下的电容并联连接,其电容阻抗对检测灵敏度会下降,因此需要减小耦合电容以。相比于溶液电阻和溶液电容阻抗,耦合电容的值偏小,因此会耦合电容对微流控芯片电极产生不容忽视的影响。耦合电容阻抗与激励频率呈负相关关系,激励频率越低,耦合电容越大,对检测的灵敏度的影响越小。但问题是激励频率不能被无限地降低,否则薄膜电容会变得无限大,同样会降低电极的检测灵敏度。因此,必须通过实验优化选择合适的激励频率。

5 结论

数字微流控生物芯片 第5篇

关键词：微流控芯片,循环肿瘤细胞,捕获,聚二甲基硅氧烷(PDMS)

恶性肿瘤已成为我国死亡率最高的重大疾病之一,90% 以上的肿瘤病人死亡由肿瘤的转移和复发所致。因此,一些学者开展了对这一疾病发生、发展进行了研究,早在1896 年,Ashworth[1]在一例因癌症死亡的患者外周血中发现了类似肿瘤细胞的细胞;并由此提出循环肿瘤细胞的概念,循环肿瘤细胞(circulating tumor cells,CTCs)指从原位肿瘤病灶脱落,侵袭并进入外周血血液循环系统的肿瘤细胞,该细胞被认为是肿瘤转移的必要前提[2,3]。外周血中的CTCs数量极少,肿瘤转移病人1 m L血液中仅含有1 ~ 10 个CTCs,却有约106个白细胞,109个红细胞[4]。在众多血细胞中捕获极少量的CTCs也逐步成为研究热点,相应的设备和方法也在不断涌现。

然而,目前唯一通过美国食品和药品监督管理局( FDA ) 认证的商品化检测CTCs仪器是Cell Search,该系统是依赖免疫磁珠原理的半自动化工作系统,用于乳腺癌、结肠癌、前列腺癌患者外周血CTCs的检测;但成本高、假阳性比率高[5]等问题限制了其在医学领域的推广。与此类大型设备相比,随着微纳米加工技术的发展,使微流控芯片捕获CTCs具有独特的优势,如操作简单、低成本、高效率、高通量。根据不同捕获原理分类,在微流控芯片上捕获CTCs的方法有:抗原抗体亲和性[6—9]、细胞尺寸和变形性的差异[10—12]、免疫磁珠[13,14],细胞在流体中的流体动力学特征差异[15,16]等。其中,利用细胞尺寸和变形性差异分选CTCs的微流控芯片已经报导相对较多,其芯片内部捕获单元常见的有微柱、微孔等,结构相对复杂,捕获效率也相对不高;特别是通量不高限制这类方法的使用。因此,本文提出一种基于细胞尺寸和变形性原理,用一种内部结构为三排不同间距微柱的微流控芯片捕获CTCs,其结构简单,易于加工,成本较低,流阻较小,更有利于提高通量。

1 原理与方法

1. 1 仪器与试剂

倒置荧光显微镜(Nikon),微量注射泵(KD Scientific),聚二甲基硅氧烷( polydimethylsiloxane,PDMS) 购自dowcorning公司;Ep CAM免疫磁珠购自Ab CAM公司; 荧光染料Calcein-AM购自Invitrogen公司;DAPI购自Life technology公司;细胞培养基(DMEM)、磷酸盐缓冲液(PBS)购自Hyclone公司;血清(FBS)购自Gibco公司;SU-8 光刻胶及显影液购自瑞士Gersteltec公司。

1. 2 分离原理

微流芯片内部由三排不同间距的微型圆柱构成,入口至出口三排圆柱间距依次为:30 μm、20 μm和8 μm,如图1(a),考虑到血样的复杂性,第一排和第二排结构用于过滤血液中的杂质,并分散液流使细胞密度较均匀地通过芯片每个区域;循环肿瘤细胞捕获区域是第三排结构,与血细胞相比,循环肿瘤细胞粒径较大,变形性较小,肿瘤细胞流经第三排结构区域时被捕获,粒径较大的白细胞即使被捕获,也可通过加大液体流速,白细胞由于变形性大,被液流冲走,最终实现循环肿瘤细胞的捕获,如图1(b)。

1. 3 分离装置

整个微流控芯片捕获肿瘤细胞装置如图2(a)所示,芯片入口和出口端插入毛细软管,入口端软管连接含有肿瘤细胞样品的注射器;并将注射器固定在微流注射泵上,设置微流注射泵的参数。将含有肿瘤细胞的悬液以一定流速注入芯片,出口端连接毛细软管,软管另一头连接离心管用于收集废液。芯片实物照片如图2(b),芯片内部结构如图2(c)。

1. 4 微流控芯片制作

芯片的材料是PDMS和玻璃片,其透明特性有助于用显微镜对实验进行观察和追踪。芯片制作流程如图3 所示:1按照微流控芯片设计图形并制出相应的光刻版; 2在洁净的硅片基底上旋涂SU-8胶光刻,经前烘、光刻、后烘、显影、坚膜后制作出相应的SU-8 模具;3随后使用三甲基氯硅烷进行硅烷化处理;4聚二甲基硅氧烷(PDMS) 与固化剂按照10∶ 1比例混匀,在真空干燥箱中除去气泡,倒入模具中继续放在真空干燥箱中除气泡后放入80 ℃ 热板烘烤1 h;5按芯片大小切割,用打孔器在入口、出口处打孔;6清洗干净的玻璃片和已切好的PDMS芯片进行氧等离子体处理,15 s后取出键合,芯片制作完成放在干净皿中备用。整个微流控芯片捕获装置如图2(a)所示,盛有肿瘤细胞悬液的注射器连接芯片入口软管,并置于微量注射泵上,出口软管连接收集管用于收集废液,设置合适的注射参数,即可开始捕获实验。

1. 5 肿瘤细胞的培养与染色

人乳腺癌细胞系MCF-7 用添加10% 胎牛血清(FBS) 及1% 青霉素-链霉素( PS) 的高糖培养基(DMEM),于37 ℃,5% 二氧化碳培养箱中进行培养,每隔两天传代一次。为更好地观察MCF-7 细胞被捕获情况,在捕获之前需用Calcein-AM和Hoechst荧光染料对细胞进行染色,具体步骤为:给正在培养的细胞换新鲜培养液,在培养基中分别加入8 μL两种染料,孵育30 min后,弃掉培养液,PBS清洗细胞两边,加入0. 25% 胰酶消化细胞1 min,含1% BSA的PBS悬液重悬细胞,用白血球计数板进行细胞计数。

1. 6 微流控芯片分选肿瘤细胞实验

为了研究不同数量细胞悬液的捕获效率,分别将消化后的细胞稀释成100 个/m L、200 个/m L、300个/m L、500 个/m L、1 000 个/m L细胞悬液通入芯片。为了研究不同流速下芯片的捕获效率,分别以1 m L / h、2 m L / h、3 m L / h的流速进行捕获实验。完成细胞捕获之后,将芯片置于荧光显微镜10 倍镜下观察并拍照。肿瘤细胞鉴定标准为:1 MCF-7 阳性,即Calcein-AM和Hoechst通道均有荧光;2 细胞直径大于8 μm。

2 结果

2. 1 MCF-7 肿瘤细胞的染色

实验前,分别用Calcein-AM和Hoechst对MCF-7 细胞进行染色,实验结果显示,MCF-7 细胞被成功标记,如图4(a)为MCF-7 细胞染Calcein-AM荧光图;图4(b)为MCF-7 细胞染Hoechst荧光图。

2. 2 MCF-7 肿瘤细胞的捕获

2. 2. 1 不同数量的MCF-7 细胞捕获

实验考察了不同数量肿瘤细胞的捕获效率,使用人乳腺癌细胞系MCF-7 作为捕获对象,显微镜下测定MCF-7 细胞直径约为20 μm,明显大于平均直径为6 μm的红细胞和平均直径为10 μm的白细胞。为了尽量减少实验中细胞非特异性粘附在芯片、软管、接头等内部,用含1% 牛血清白蛋白(BSA) 的PBS悬液作为缓冲液。实验中分别把MCF-7 细胞稀释成100 个/ m L、200 个/ m L、300 个/m L、500 个/ m L、1 000 个/ m L的细胞悬液通入芯片,捕获效率分别为68% 、66. 70% 、52. 20% 、47. 30% 、40% ,如图5 所示。捕获后把芯片置于显微镜下计数并拍照,细胞在芯片中被捕获的荧光照片如图4所示,Calcein-AM[图6(a)]Hoechst[图6(b)],细胞被捕获在微柱间隙中,其中有一个细胞存在于捕获结构左边,即芯片入口端一侧,可能由于细胞非特异性粘附于芯片底部或者流速较小不足以把所有细胞推送到捕获单元;但是在芯片出口端无细胞存在,说明本芯片所设微柱间隙不会漏过肿瘤细胞,捕获效果较好。

2. 2. 2 不同流速的MCF-7 细胞捕获

实验中,将MCF-7 细胞稀释为500 个/m L做不同流速的捕获实验,结果显示,MCF-7 肿瘤细胞悬液在流速为1 m L/h时,捕获效果较好,流速增加,捕获效率下降,MCF-7 细胞悬液在流速为1 m L/h、2 m L/h、3 m L / 下的捕获效率分别是47. 5% 、18% 、5. 2% ,如图7 所示。当流速达到3 m L/h时,可能由于过高的流速产生较大的流体剪切力,细胞被冲离捕获单元,甚至破碎。

3 讨论

3. 1 关于捕获效率的讨论

本实验所用芯片对循环肿瘤细胞的捕获效率受流速和肿瘤细胞数目的影响。流速是影响芯片捕获效率的重要因素;流速太低,不足以把细胞输送到捕获单元,细胞由于非特异性吸附粘附在芯片内;流速太高,由于过高的进样速度所产生的高流体剪切力,细胞在被捕获过程中极易破碎。实验结果显示进样流速为1 m L/h时,对MCF-7 细胞的捕获效率最高,随着流速增加,效率逐渐降低。因此,选择合适的进样速度有利于最大限度确定所用芯片的捕获通量,在最短的时间内达到最高的捕获效率。另外,样品中肿瘤细胞数目也是影响芯片捕获效率的另一个因素,本实验所设计芯片由于捕获单元的限制适合少量肿瘤细胞的捕获,由图5 可以看出,随着细胞数量的增加,捕获效率下降,可能由于细胞数量多引起的捕获单元堵塞,而病人血液样品中,肿瘤细胞数目很少,血细胞可顺利通过捕获单元,因此,本实验可基本实现循环肿瘤细胞的捕获。

3. 2 对芯片结构优化的讨论

本芯片只设计了一层捕获单元,适合处理少量血液样本,但捕获效率还不是很理想,对于大量血样,还需要设计更高通量的微流控芯片。同时,在微小捕获单元中的微立柱结构也需要进一步优化:1由截面圆形,过度到椭圆形;2立柱也加成不同高度(50 μm,60 μm和70 μm)。基于上述的优化是为了增加样品处理的通量,另一方面是为增加对循环肿瘤细胞捕获的效率,以便设计和加工出更接近临床应的片上CTC分选与捕获芯片。

3. 3 对捕获所依据的细胞大小-变形性原理的讨论

数字微流控生物芯片 第6篇

1 在微流控分离的芯片中如何进行微粒分离

1.1 基于微粒尺寸进行分离

如图1所示, 假设浅色和深色的微粒半径不同, 浅色半径稍大。首先, 不同微粒的混合液从A支路进入主通道, 缓冲液从支路B进入。由于主通道内悬浮液流速小于缓冲液流速, 浅色与深色的微粒在主通道内便在缓冲液的压迫下移向通道的下侧。电极上无电信号, 微粒便随混合液从D支路流出;有电信号时, 三维交流电场会在主通道内产生, 微粒进入电场后, 在负介电泳力的影响下, 粒子便会偏转, 且偏转方向靠近y轴正方向。由于该力强度与微粒体积大小成正比, 因此浅色微粒受力更大、偏转更明显。当偏转使其移动进入上半部分层流, 微粒会从C支路流出;深色的颗粒因体积较小, 仍然在下半部分层流, 便从D流出。这样, 分离便得以实现。

1.2 依据颗粒介电性质进行分离

假设图中深色粒子受正介电泳作用, 浅色粒子受负介电泳作用。当无电信号时, 二者均从D支路流出;但是, 当有电信号时, 浅色粒子因负介电泳力的影响远离电极, 深色则靠近电极。电信号达到一定强度时, C支路会流出浅色粒子, 此时, 深色粒子有两种可能性:从D支路流出, 或被吸到电极上。若是后者, 电信号被去掉后仍然会从D流出, 对分离没有任何影响。

2 针对微粒分离微流控芯片的设计

据微粒的分离原理, 不同粒子在不均匀电场中所受介电泳力不同, 运动轨迹也因此不同, 从而实现粒子的分离。因此, 设计微流控芯片, 要力求以下几点:分离过程连续;非均匀电场中通道的方向和高度统一;密封良好不致流体泄露;便于观察。

基于上述条件, 一种3D电极的、结构有三层的分离芯片应运而生。其电极为Ag PDMS导电材料, 其中, 顶层为PDMS通道, 中间层为3D电极, 底层为ITO基底层。芯片整体长90毫米, 宽60毫米。主通道通过支路与4个溶液池相连, 溶液池的圆孔直径7毫米。主通道侧壁有3D电极, 其高度等同于通道的高度, 这可以有效地保证在通道的方向上、高度上, 电场一致。

该芯片的结构中, ITO玻璃在经过刻蚀后, 形成基底层。ITO玻璃, 表面沉积着氧化铟锡, 氧化铟锡会受刻蚀剂作用溶解。在光刻技术的处理下, ITO被刻蚀形成导线, 对3D电极与外部信号源进行连接。中间层即3D电极层, 其底端和ITO导线连接, 将ITO导线传递的电信号在接受后施加于主通道, 使主通道内部有不均匀电场形成。为确保分离芯片有足够好的密封度, 3D电极的侧面及顶端, 都和PDMS完美键合。

3 制作和封装微粒分离芯片

不同于传统的、在二维电极下进行的微流控芯片的加工, 该芯片在加工时, 各层芯片的连接和制作三维电极是保证其符合设计要求的重要因素。加工时, ITO导线的制作、3D电极的制作以及PDMS通道的制作, 要经历三次光刻, 每次光刻使用不同掩膜。为保证每层中元件位置, 每次进行加工, 务必将掩膜对准。掩膜对准的程度与芯片质量密切相关, 为确保每层间连接良好, 采用了化学键合、热键合两种方式进行连接。在PDMS通道与基底和3D电极的键合中, 使用化学键合;在ITO导线和3D电极的键合中, 应用热键合。

分离芯片有着如下加工流程:加工ITO基底层;制备3D电极;制作PDMS通道和每层的对准、装配。

该芯片封装前, 主要包括有3D电极的ITO基底和PDMS通道两部分。所谓封装, 即对齐二者并键合到一起。其主要操作过程如下:首先进行等离子处理, 即把PDMS通道和有3D电极的ITO基底放入等离子机腔室, 并使其正面朝上, 进行抽真空处理, 使其位于真空环境内。然后, 进行对准, 在基底的电极处, 使用移液器滴注一滴纯净水, 通过纯净水的润滑作用, 使得未对准时通道与ITO基底不致于键合。在工作台上进行目测对准后, 放入显微镜下, 进行微调。最后, 进行键合。对准后把芯片放入真空釜, 使基底与PDMS通道键合。再将芯片在80度左右的恒温箱内放置30分钟, 使键合效果加强。

4 研究关于微粒分离微流控芯片的实验

作者选取了直径为4μm和12μm的微粒进行分离实验。分离不同颗粒时, 获得使颗粒分离的临界电压至关重要。所谓临界电压, 既保证一种粒子能够在下侧支路流出, 而另一种粒子则在上侧支路上流出的电压值。分离时, 首先从入口A将两种粒子混合液通入主通道内, 然后从入口B处通入缓冲液, 在缓冲液的压迫下粒子运动方向沿着通道下侧, 直至从D处流出。待微通道内, 流体的流速趋于稳定, 在3D电极处施加电信号, 观察微粒运动状态。当电压低于48V时, 两种粒子都有偏转, 12μm PS粒子偏移量比4μm PS粒子要大一些。但是经过观察, 两种粒子仍然都从D处流出, 表明电压不足分离临界值。当电压达到48V时, 可以明显看到粒子偏转幅度较大, 4μm PS粒子从支路下侧的D处流出, 12μm PS粒子从支路上侧C处流出, 说明48V是临界电压。如果电压继续增大, 粒子偏移也会接着增大, 当电压值达到72V时, 12μm PS粒子从支路上侧流出, 大部分4μm PS粒子从支路下侧流出, 但是有部分流到了上侧。这说明实际电压大于临界电压时分离效果并不好。

5 结束语

作者根据自身掌握的微流控芯片技术, 并结合交流电场中, 中性粒子的介电泳现象, 对微流控下的微粒分离芯片进行了制作, 使得不同微粒得以分离。

参考文献

[1]贾延凯.基于新型3D电极的介电泳微粒分离微流控芯片研究[D].哈尔滨工业大学, 2014.

[2]朱洪武.丝网印刷法制备微流控介电泳芯片的应用基础研究[D].华南理工大学, 2013.

[3]张洋.生物细胞介电电泳运动控制机理及细胞排列生物芯片的研究[D].中北大学, 2015.

[4]梅哲.基于微流控芯片的细胞检测、分类和分选若干技术研究[D].北京理工大学, 2015.

数字微流控生物芯片 第7篇

自体外受精( in vitro fertilization,IVF) 技术诞生以来,人们对其各个步骤都进行了摸索与改进,但多集中在方法的改变而非技术和设备的革新上。L. J. Kricka等[3]首先采用微流控芯片实现了小鼠的体外受精,使辅助生殖领域迈进了一个新的时代。目前, 微流控芯片在精子活力筛选、精子趋化性筛选、卵丘细胞去除、透明带移除、卵细胞定位与筛选、体外受精及早期胚胎培养等方面应用广泛。本文针对微流控芯片在精子活力筛选、体外受精中的研究进展作一综述。

1微流控芯片与活力精子筛选

通常认为,精子质量是体外受精的关键,而精子活力被认为是与精子质量密切相关的参数。因此,安全有效地筛选活力精子的方法在科研及临床应用中具有非常重要的价值。目前,临床常用的活力精子筛选方法有: 上浮法、percoll梯度离心法。这两种方法都能获得活力精子,但是在处理精子的过程中都会对精子本身造成伤害。A. Zini等[4]研究发现,精液处理过程中的液化、离心、室温孵育、精子冷冻等操作都可造成精子DNA损伤和功能下降。精子上浮法和percoll梯度离心法都需要经过离心,产生的氧自由基可导致脂质过氧化,细胞膜流动性和完整性降低,精子功能损伤[5]; 而且上浮法上浮时间长( 40 ~ 60 min) ,需多次洗涤,有活力的精子回收率低( 9%)[6]; percoll液中的某种成分可能会影响精子获能,从而降低受精率,此外分离效率也较低,多精子入卵率较高。

微流控芯片的稳定流体环境及层流效应在一定程度上避免了外界因素对精子的损伤,对活力精子的筛选可能起到一定帮助。L. J. Kricka等[7]为了评价精子活力设计了不同样式的微管道芯片,其中包括直管道、多分支管道、弯曲管道等,这些微管道芯片可以使精子朝一个方向运动。

L. J. Kricka等[8]和T. G. Schuster等[9]还利用微管道、微腔体对精子的形态和功能进行了观察与测试,包括穿透宫颈黏液测试、透明质酸测试和免疫珠测试等,结果表明,微管道芯片在观察精子形态及评价精子功能方面具有有效性和多面性。

在微管道中,精子主要是利用自身的游动,不需要离心分离,减少了氧自由基的产生,同时也减少了人为因素对精子造成的损伤。R. T. Schulte等[10]利用微流控的层流效应设计了一款筛选活力精子的微流控芯片———微流控精子分离器( microfluidic sperm sorter,MFSS) ,见图1。MFSS分为入口a、b和出口c、 d,首先在入口b处加入精子培养液,由于液面差使液体充满整个微管道,在入口a处加入待分离的精液样本,当形成稳定的层流后,不动的精子或残渣会保持在原来的管道中运行,随着液流流向出口c,而有活力的精子由于自身的运动特性会游向出口d,这样就将有活力的精子和无活力的精子及固形物分离开。

T. G. Schuster等[9]运用微流控芯片进行活力精子筛选,能够筛选出具有正常形态、高活力的精子,而且比上浮法和percoll梯度离心法筛选出的精子活力要高,分离时间通常为30 min左右。但是该装置的缺陷在于精子的回收效率不高,分离的精液量小,一般在几十微升至几百微升,不能进行大量精液的分离。R. T. Schulte等[10]研究发现,用微流控芯片筛选精子可明显降低精子DNA的断裂。应用微流控芯片筛选精子缩短了操作时间、降低了离心分离引起的DNA损伤,能有效分离出具有高活力的精子[11]。

随着微流控技术在辅助繁殖领域中应用的不断深入,不同样式、不同功能的微流控芯片也在不断涌现,使得微流控芯片在体外受精中应用逐步成为可能。2010年,谢兰[12]设计了筛选活力精子的直管道芯片,并通过试验优化了微管道的长度、宽度、深度, 分别为7 mm、1 mm、100 μm。在此基础上,模拟正常女性生殖道设计了将精子活力筛选与化学趋向性筛选结合起来的微流控芯片。还有学者将无透镜电荷耦合器件整合到微流控芯片上,使其能够自动记录精子在微管道中的活动,实现了活力精子的筛选和对所选精子活力评定的同步。

2微流控芯片与体外受精

自体外受精技术诞生以来,在人类辅助繁殖方面,解决了数百万人的不孕困惑,在动物生产方面也取得可喜成绩。目前,体外受精方法包括常规的液滴法、显微受精法等。常规的液滴法有受精率低,多精子入卵率高的缺点,制约了体外受精技术的发展; 显微受精法虽然受精率高,多精子入卵率低,但需要昂贵的仪器和操作熟练的技术人员,同样限制其发展。 微流控芯片的出现为解决以上问题提供了新的思路。

与常规体外受精方法相比,微流控芯片体外受精具有以下优势: 1) 微管道的形状和尺寸可以灵活设计,能够更好地模拟生理环境; 2) 对样品的需要量小,适用于精子数量较低的患者; 3) 微流控具有很高的集成性,可以使体外受精各步骤在单一芯片上完成,使得“体外受精- 芯片实验室( IVF - lab - on - a - chip) ”成为可能。

1997年,L. J. Kricka等[8]首次在微流控芯片上实现了小鼠的体外受精,但由于受精子的进样量和其他因素的影响,受精率比常规体外受精方法略低。此后越来越多的研究者投入到用微流控芯片实现体外受精的工作中。研究发现,应用微流控芯片进行体外受精能有效减少多精子入卵现象并降低对精子的需求量。有学者利用已有的用于筛选人活力精子的微流控精子分离器进行猪的体外受精试验,在同一芯片上完成了活力精子筛选、卵细胞培养及体外受精,且单精子受精率明显增加,受精率与传统受精方法相比基本不变,提高了胚胎向胚泡阶段发展的效率。谢兰[12]设计了集成单卵定位、精子筛选及连续胚胎培养的微流体体外受精芯片系统,该芯片实现了卵细胞定位、活力精子筛选、受精和换液、早期胚胎发育、胚胎发育动态追踪的多步骤集成,通过试验得到的小鼠受精卵具有发育潜能,表明集成芯片系统具有可行性,这为将来应用于临床提供了重要依据。由此可见,微流控芯片在体外受精研究中具有一定优越性。

3存在问题与展望

虽然微流控芯片在活力精子筛选与体外受精方面显示了一些优势,但是也有不足之处。在活力精子筛选方面,微流控芯片虽然能筛选出活力较高的精子,但是分离的精液量小,不能进行大量精子分离。 目前,使用的微流控芯片都是研究者自行设计并制作的,没有统一可行的制作规格,因此想要应用到临床中还需要不断研究探索。微流控芯片在体外受精中表现的集成性,避免了多步操作,减少了机械外力的损伤,而且解决了传统体外受精多精子入卵率高的问题,促进了体外受精技术的发展。微流控芯片特有的物理特性和微尺度环境,以及其在辅助繁殖领域表现的优势,随着研究的不断深入,有望从实验室转为临床应用。

摘要：目前,微流控芯片在辅助繁殖领域中的应用逐步深入,促进了辅助繁殖技术的发展。通过微流控芯片筛选出高活力、低损伤的精子,可解决体外受精多精子入卵等问题。文章对微流控芯片在活力精子筛选及体外受精中应用的研究进展进行了简要概述。

纸质微流控传感器检测方法发展现状 第8篇

纸是一种常见材料, 拥有轻薄﹑柔韧﹑廉价﹑广泛﹑易加工﹑环保等固有特性。近年来, 纸的特性逐渐被研究学者重视, 与传统科技结合, 产生了纸质U盘﹑纸质电话卡﹑纸质热变显示器[1]﹑聚合物纸质电池[2]等新型科技产物。传统的纸质检测技术出现于上世纪, 时至今日, 糖尿病试纸条、测孕试纸条等[3,4,5]已是常见的疾病前期诊断商品。但是, 它们大多只能提供定性或半定量检测, 在定量、高通量并行检测上的局限性极大影响了纸质检测技术的应用领域。

2007年, 哈佛大学Whitesides团队在纸质检测技术上提出了新的创意[6]。他们基于光刻技术, 在纸质衬底表面沉淀疏水聚合物, 使纸基具备与预设图样相同的疏水/亲水结构。疏水部分作为壁垒, 限制试剂和液体毛细流动范围, 亲水部分作为试剂反应区或液体流动通道。Whitesides的创意为健康诊断、环境监测或食品安全等领域的应用提供了一种全新的流体处理和流体分析途径。这种途径最吸引人之处在于:纸质造价低;液体在纸质中流动依靠毛细作用力流动, 无需外加动力源;纸基多孔薄膜型结构有筛选、分离等功能;纸质很容易被加工;纸质兼容化学、生化、医学等领域的应用。经过数年的快速发展, 纸质微流控传感器已经被视为一种低成本、一次性、易使用和测速快的新型技术。

1 纸质微流控传感器检测方法

纸质微流控技术的主要用途是为检测物提供一种低成本、一次性、易使用的分析平台, 现有的文献报道多集中在全新的低成本制作技术以及与传统检测方法结合研究新的检测应用。目前, 结合纸质传感器, 多种检测方法被应用于分析化学样品或生物样品, 这些检测方法分别为: (1) 比色法; (2) 电化学法; (3) 化学发光法; (4) 电化学发光法; (5) 电导率法; (6) 荧光法; (7) 吸光度法。

1.1 比色法

比色法是传感物质与试剂进行有色反应, 通过比较反应后有色物质颜色深度来分析测量被测物含量的方法。纸基微流控传感器可基于扫描仪、数字照相机、拍照手机、便携扫描仪等常见设备和图像分析软件进行被测物的定性、半定量和定量测定。与摄像手机结合, 可进行远程医疗诊断[7]。将纸基设计为圆孔微域阵列板, 结合ELISA (酶联免疫吸附剂测定) 可实现低成本的免疫测定[8], 双酶比色[9]等多种比色法也可以在新型纸基微流体上实现。比色法是最为常用的方法, 但是较少应用在超低浓度检测领域, 其检测灵敏度对传感物质和流体流态有较高要求, 环境光强对检测灵敏度有一定影响, 这些要求限制了比色法的应用范围。

1.2 电化学法

电化学方法是基于被测物在工作电极上发生的电化学反应, 测量反应产生的氧化电流或还原电流大小来获得被测物含量的方法。电化学测定中的对电极、参比电极和工作电极的工作部分常采用银/氯化银墨水, 工作电极和对电极由导电碳油墨连接反应区域, 传感平台输水壁垒可通过丝网印刷术印刷, 再加热固化于预设区域表面, 形成用于电化学测定的纸质微流控传感器结构。电化学法检测灵敏度较高, 可以使用数美元的便携血糖仪作为检测仪器[12], 小尺寸的电化学传感器结构可在一张信函大小的色层分析纸上制作150-200个, 检测成本极低。电极可利用掩模在流道末端溅射金膜作为电极[13], 在玻璃碳或玻璃上溅射铂膜作为工作电极[14], 也可以在透明PET衬底上丝网印刷电化学电极和相应电通路[15]。

1.3 化学发光法

化学发光法是反应体系中的某些物质吸收了反应释放的能量而由基态跃迁至激发态, 然后再从激发态返回基态, 同时将能量以光辐射的形式释放出来, 产生化学发光的方法。结合超微弱发光分析仪, 可实现复杂样品的分析化验[16];基于丝网印刷术印刷蜡至纸基上形成微域孔板, 也可实现夹心化学发光酶联免疫吸附法[17];还可以制作3D折叠手工的化学发光免疫传感器[17], 检测肿瘤标志物。

1.4 电化学发光法

电化学发光 (ECL) 是将电化学手段与化学发光方法相结合的一种技术, 它通过电化学来产生一些特殊的物质, 这些电生物质之间或电生物质与其它物质之问进一步反应后产生一种发光现象, 测量光信号从而获得分析物浓度的方法。Delaney等[19]提出了纸基电化学发光传感器方案, 传感器基于联吡啶钌 (Ru (bpy) 32+) 与二丁基乙醇氨 (DBAE) 和烟酰胺腺嘌呤二核苷酸 (NADH) 的电化学发光响应测定了DBAE和NADH。Shi等[20]提出了一种量子点改性碳电极的纸基电化学发光检查系统。根据过氧化氢与Cd S量子点的反应和多巴胺在量子点中的冷却作用定量测定了过氧化氢和多巴胺。

1.5 电导率法

电导率法是通过分析反应化合物的I-V曲线获得被测物质浓度的方法。Arena等[21]提出了一种乙醇电阻传感器, 这种纸质微流控电阻传感器对低酒精浓度有较好灵敏度和线性度。Steffens等[22]提提出了一种气体传感器, 利用这两种气体分析了此类传感器的灵敏度和可逆性, 结果表明超临界CO2流沉淀法的灵敏度更高, 原因是此方法提供了更多的活性传感面积。

1.6 荧光法

荧光法是通过测量光致发光的光强来测定荧光物质含量的方法, 这种方法结合纸质微流控传感器分析检测样品的报道较少。Lu等[23]热蜡打印硝酸纤维膜微孔图案, 用于实现荧光免疫测定和比色免疫测定。Ge等[18]研究制作的3D手工折叠多功能免疫测定传感器中, 通过观测异硫氰酸荧光素标记癌胚抗原的荧光强度来分析得到免疫测定中清洗次数和清洗液体积的优化方案。Feng等[24]基于荧光法检测了七种重金属离子。

1.7 吸光度法

吸光度法是利用物质对光的选择性吸收特性来测定的方法。Audrey等[25]研制了一种新型的三色可选透射色度计, 与单色LED灯放置位置匹配的纸基组成了适用于蛋白质测定的传感系统。纸基透射区域使用菜油降低光在纤维素和蛋白质间的散射, 利用光透射前后的光强比测定蛋白质含量。

2 结语